Citología de tejido sólido: consejos para evitar muestras de mala calidad

Después de la preparación, los frotis deben secarse al aire, protegerse (p. ej., de moscas, arañazos, polvo) en un soporte para portaobjetos y almacenarse a temperatura ambiente hasta que se tiñen. La fijación por calor casi nunca se recomienda porque destruye las células. La fijación húmeda (p. ej., con alcohol) no es necesaria para los colorantes comúnmente utilizados en medicina veterinaria. Cuando envíe muestras al VDL, envíe frotis sin teñir con todos los frotis teñidos en la práctica. Es útil teñir y revisar al menos un frotis para asegurarse de que haya suficientes células intactas para evaluar. Si los frotis no son diagnósticos, tome una nueva muestra de otra área de la lesión o utilizando una técnica diferente. Si envía frotis teñidos que se evaluaron con aceite de inmersión, envíelos en un soporte separado para evitar que el aceite se derrame sobre los frotis no teñidos. Para evitar roturas durante el transporte, no envíe las hojas en contenedores planos de cartón a menos que estén dentro de una caja rígida más grande. Los contenedores de plástico rígido o espuma de poliestireno son los mejores para el envío. Si envía frotis de citología con tejidos fijados en formalina, proteja los frotis sin teñir de los vapores de formalina colocando los frotis y los tejidos en bolsas plásticas herméticas separadas; incluya material absorbente con la muestra de formalina para contener cualquier derrame. Las muestras en bolsas dobles son las mejores. La exposición a los vapores de formalina puede provocar una tinción deficiente de la muestra, lo que impide una evaluación celular adecuada y una interpretación citológica precisa.

VNJ 27-187-188). El propósito de este artículo es presentar a las enfermeras veterinarias la citología de fluidos de la cavidad corporal. Cubrirá las técnicas de preparación de fluidos para maximizar los beneficios de diagnóstico para el veterinario o el patólogo. Las cavidades del cuerpo, la pleura y el peritoneo, por ejemplo, están revestidas con membranas cubiertas con una sola capa de células mesoteliales. En circunstancias normales, se produce una pequeña cantidad de líquido en las cavidades, pero normalmente se reabsorbe en el sistema linfático. • aumento de la presión arterial debido a la sobrecarga de líquidos y congestión disminución del drenaje linfático debido a inflamación, congestión u obstrucción. Las muestras de fluidos generalmente se toman por abdominocentesis o toracocentesis, pero también se pueden tomar de masas quísticas que se encuentran en varias áreas del cuerpo. Luego, la muestra de líquido debe dividirse y colocarse en un tubo de sangre con EDTA, además de un tubo estéril normal en caso de que se necesite un cultivo. Es importante llenar el tubo de EDTA hasta el nivel correcto porque el anticoagulante puede afectar la forma y el tamaño de las células, además de diluir el número de células.

Primero realice un frotis directo usando la técnica de frotis de sangre o la técnica de concentración lineal descrita en la Parte 1 (VNJ 27: 187-188). Si hay "flotadores" (floculados), estos deben eliminarse con cuidado y prepararse utilizando la técnica de trituración descrita anteriormente. Estos frotis deben dejarse secar al aire antes de teñirlos o envasarlos para enviarlos a un laboratorio externo. Esta técnica es muy similar a la utilizada para la preparación de preparaciones de sedimento urinario. Coloque la muestra líquida en un tubo regular, como un tubo Eppendorf, y centrifugue la muestra a 3000 rpm durante aproximadamente tres a cinco minutos. Las velocidades exactas se pueden ajustar para adaptarse a su exprimidor individual. La forma más eficiente de preparar líquido hipocelular, como el LCR, es usar una centrífuga de citocentrifugación, pero es posible que no esté disponible en muchas prácticas. Una vez centrifugado, se elimina la mayor parte del sobrenadante, el sedimento se resuspende y luego se unta en un portaobjetos de microscopio utilizando el método de frotis de sangre o el método concentrado en línea.

Estos portaobjetos deben dejarse secar al aire. Para muestras como LCR, donde los niveles de células serán muy bajos, es mejor colocar una gota de sedimento en un portaobjetos de microscopio y dejar que se seque. Ya se conoce la zona en la que se encontrarán las células, lo que facilita mucho el examen. Luego, los portaobjetos deben teñirse de acuerdo con su protocolo interno o enviarse sin teñir a su laboratorio externo para su revisión. La evaluación cuantificada normalmente se centra en los recuentos de glóbulos rojos y nucleados, así como en los niveles de proteínas y, si es necesario, los niveles de triglicéridos y colesterol. Se pueden usar analizadores automáticos para realizar recuentos de células, pero no siempre son confiables porque no permiten la presencia de coágulos y no son muy precisos para fluidos con muy pocas células, como el LCR. Los recuentos manuales deben realizarse utilizando una cámara de recuento, como un hemocitómetro Neubauer mejorado. Si la muestra es muy celular o turbia, el líquido debe diluirse con un tampón o líquido de dilución de glóbulos blancos, si solo está interesado en el recuento de células nucleadas (NCC).