Estudio de carga de trabajo de citología
El estudio de medición y evaluación de la carga de trabajo de citología de CDC/ASCT Services, Inc. es una continuación de una necesidad que fue identificada por el Grupo de Trabajo de Garantía de Calidad y Productividad de los CDC. Estados Unidos. Las recomendaciones del grupo de trabajo se publicaron en mayo de 2012 y se presentaron al Comité Asesor de Mejora de Laboratorios Clínicos ( CLIAC) el 14 de febrero de 2012. CLIAC recomendó que se realicen estudios operativos, como los presentados, para determinar si el límite máximo de carga de trabajo es apropiado utilizar instrumentos de detección semiautomáticos. Además, CLIAC quería desalentar el uso de límites máximos de carga de trabajo como expectativas de productividad y solicitó que se desarrollaran criterios estandarizados para determinar los límites de carga de trabajo para cada persona que realiza una pantalla. Los CDC convocaron al Grupo de trabajo sobre la carga de trabajo en la detección ginecológica asistida por imágenes para brindar orientación a los CDC, CMS y FDA sobre el tipo de estudio operativo que se realizará. El grupo de trabajo desarrolló una encuesta para evaluar las prácticas de laboratorio de citología relacionadas con la carga de trabajo de los citotecnólogos.
Ayudará a proporcionar información sobre cómo se evalúa la carga de trabajo de los citotecnólogos y cómo los laboratorios establecen los límites de la carga de trabajo. La primera parte de este estudio fue realizar una encuesta de todos los laboratorios de citología en los Estados Unidos para obtener información sobre las prácticas de carga de trabajo del laboratorio de citología, incluso cómo se establecen y evalúan los límites de carga de trabajo, los métodos de detección utilizados (manual, detección asistida por computadora dispositivos), cómo se registra la carga de trabajo, cómo se define el cribado y el tiempo medio dedicado al cribado de varios tipos de muestras. La encuesta fue una encuesta electrónica realizada a través de Internet. Las fechas de la encuesta fueron del 10 de marzo al 4 de abril de 2014. La información recopilada de la encuesta será analizada y reportada de manera demográfica agregada. Los datos serán anonimizados antes de ser transmitidos a los CDC, FDA y CMS. Estas agencias utilizarán los datos para evaluar los requisitos actuales de carga de trabajo y desarrollarán pautas para evaluar la carga de trabajo de los citotecnólogos. El propósito del estudio de medición del tiempo es medir el tiempo real que los citotecnólogos dedican a realizar pruebas de Papanicolaou utilizando los microscopios automatizados para los dos dispositivos de detección asistidos por computadora aprobados por la FDA en el entorno diario del laboratorio de citología. Aunque el objetivo principal del estudio de medición del tiempo es medir el tiempo real de detección, también se medirá el tiempo necesario para completar las actividades de detección y posteriores a la detección. Se pedirá a los citotecnólogos participantes que documenten el tiempo dedicado a estas actividades durante un día completo de trabajo, utilizando una herramienta de recopilación de datos electrónicos desarrollada por los CDC. Los datos recopilados se anonimizarán y evaluarán globalmente para evaluar las cargas de trabajo máximas actuales. ¡Esta es una oportunidad única para que los citotecnólogos compartan su experiencia y brinden comentarios anónimos a las agencias federales que apoyan CLIA y determinan las cargas de trabajo máximas apropiadas!
La clave para la recolección exitosa de fluidos de las cavidades corporales es el posicionamiento cuidadoso del bisel de la aguja a medida que se ingresa a la cavidad y comienza la aspiración. El bisel de la aguja siempre debe apuntar hacia la pared del cuerpo. Esto evita que la grasa omental o los pulmones obstruyan la abertura de la aguja. Si la aspiración inicial produce un golpe seco, se libera la presión negativa, se gira la jeringa 360° y se intenta de nuevo la aspiración. Después de la extirpación de una masa, la citología aún se puede utilizar para establecer un diagnóstico o para proporcionar información útil en espera de la interpretación histopatológica. Las masas extraídas se pueden aspirar al igual que las masas in vivo y se pueden hacer preparaciones de calabaza. Otras dos técnicas son particularmente adecuadas para masas extirpadas: frotis de impresión y raspados. Hay tres claves para hacer buenos frotis de impresión: 1) siempre use una superficie recién cortada que se haya secado sobre una superficie absorbente, 2) asegúrese de que la superficie cortada sea pequeña (menos de 1,0 cm2) y 3) haga varias impresiones en la misma diapositiva.
Las impresiones se toman tocando suavemente la superficie cortada de una masa o lesión en un portaobjetos de microscopio estacionario y luego levantando el tejido verticalmente sin dejar manchas. Se pueden hacer de dos a tres filas de muescas (8-15 muescas)/diapositivas y se pueden hacer múltiples diapositivas a partir de la misma superficie de corte. No todas las superficies cortadas exfoliarán fácilmente las células. Los tejidos compuestos por células epiteliales o células redondas discretas (nódulo linfático, bazo, tumor de mastocitos, etc.) se pueden imprimir fácilmente, pero las masas compuestas por tejido conectivo generalmente no se pueden modificar mediante citología de frotis de impresión. Cuando la impresión no es exitosa, se pueden usar técnicas de raspado. Las preparaciones para raspar se hacen raspando una superficie recién cortada con una hoja de bisturí. El material que se acumula en el portaobjetos se desliza suavemente a lo largo de un portaobjetos de microscopio. Solo se hace una secuencia; la cuchilla no se mueve de un lado a otro a través del material revestido. El portaobjetos se seca al aire y se tiñe como estándar.